Zapraszamy na specjalistyczne szkolenie z techniki real-time PCR wraz z analizą danych! Kompleksowe połączenie teorii oraz części praktycznej w formie pracy z płytką pozwoli poczuć się pewnie w metodzie, a także analizie danych.  Podnieś swoje kompetencje i zdobądź praktyczne doświadczenie, które pozwoli Ci spełniać zawodowe marzenia. 

Zapisz się już dziś!

Cel szkolenia

Nabycie umiejętności projektowanie reakcji qPCR oraz analizy danych.

Zakres merytoryczny:

 I część teoretyczna 

• Zapoznanie z przepisami BHP i oceną ryzyka
• Podstawowe informacje na temat metody qPCR i jej modyfikacje
• Mechanizm działania klasycznego PCR a real-time PCR
• Startery i sondy
• Rodzaje sond (np. TaqMan, Molecular Beacons)
• Kryteria wyboru starterów i sond
• Wybór odczynników, sprzętu i ich znaczenie
• Metody izolacji materiału genetycznego – DNA/RNA
• Metody oceny skuteczności izolacji materiału genetycznego  
• Reakcja rtPCR
• Przygotowanie prób do reakcji qPCR
• Teoretyczny wstęp do analizy krzywych amplifikacyjnych
• Metoda absolutna vs względna

I część praktyczna

• Izolacja DNA bakteryjnego oraz ocena jego ilości i czystości

II część praktyczna

• Projektowanie eksperymentu w tym profilu temperaturowo-czasowego
• Obsługa termocyklera 
• Przygotowanie reakcji oraz praca z płytką 

II część teoretyczna 

• Projektowanie starterów, wybór stabilnego genu referencyjnego
• Jak kontrolować przebieg reakcji?
• Jak interpretować wyniki?
• Różne zastosowania metody qPCR 
• Analiza wyników przeprowadzonego badania w tym analiza krzywych amplifikacji, interpretacja krzywych amplifikacji, identyfikacja problemów (np. niespecyficzne produkty, brak amplifikacji), analiza krzywych topnienia (dla SYBR Green), ocena specyficzności produktów PCR
• Optymalizacja i troubleshooting

Adresaci szkolenia

• Studenci kierunków diagnostyka laboratoryjna, mikrobiologia, biotechnologia, biologia, chemia i pokrewne
• Pracownicy laboratoriów badawczych i diagnostycznych świadczących badania z zakresu biologii molekularnej, mikrobiologii.

Metody pracy

• Część Teoretyczna: Wykład

Przedstawienie niezbędnych zagadnień teoretycznych związanych z techniką real-Time PCR, umożliwienie uczestnikom zrozumienia podstaw teoretycznych niezbędnych do wykonania ćwiczeń praktycznych, dostarczenie praktycznych przykładów, wskazówek i porad dotyczących optymalizacji oraz problemów i ich rozwiązań. Uczestnicy mają możliwość zadawania pytań na bieżąco. W drugim dniu szkolenia “case studies” – analiza rzeczywistych przypadków użycia real-Time PCR w różnych aplikacjach, takich jak diagnostyka kliniczna, badania naukowe, kontrola jakości.

• Część Praktyczna: Indywidualna praca pod nadzorem prowadzących

Zdobycie praktycznych umiejętności w zakresie przeprowadzanie reakcji real-Time PCR. Nabycie doświadczenia w analizie danych z wykorzystaniem dostępnego oprogramowania. Rozwiązanie problemów napotkanych podczas praktyki z pomocą ekspertów.

Forma: Ćwiczenia praktyczne w tym samodzielna izolacja DNA, kontrola ilości i jakości wyizolowanego materiału, przygotowanie prób, samodzielne pipetowanie, przygotowanie mieszaniny reakcyjnej, przeprowadzenie reakcji Real-Time PCR tj. ustawianie parametrów sprzętu, programowanie reakcji, monitorowanie przebiegu reakcji.

Analiza danych: Interpretacja wyników qPCR za pomocą specjalistycznego oprogramowania. Identyfikacja i rozwiązywanie problemów (np. niespecyficzne produkty, problemy z amplifikacją). Dyskusje na temat napotkanych problemów i wspólne rozwiązywanie. Wymiana doświadczeń i między uczestnikami oraz indywidualne konsultacje.

Program szkolenia

Efekty szkolenia dla uczestników i dla organizacji

To szkolenie wyposaży Cię w:

Wiedzę:

• Znajomość podstawowych zasad reakcji real-time PCR
• Rozumienie mechanizmu działania reakcji
• Wiedza na temat składników reakcji (matryca DNA, startery, sondy, polimeraza) i ich roli.
• Znajomość różnic między sondami stosowanymi w reakcji, takimi jak SYBR Green i sondy TaqMan.
• Znajomość zastosowań real-time PCR w diagnostyce i badaniach naukowych
• Umiejętność analizowania i interpretowania krzywych amplifikacji i topnienia
• Znajomość metod analizy danych i interpretacji wyników metoda względną i bezwzględną

Umiejętności:

• Przygotowanie i optymalizacja reakcji 
• Samodzielne przygotowanie mieszanin reakcyjnych
• Umiejętność projektowania i optymalizacji starterów 
• Obsługa termocyklera Applied Biosystem oraz innych urządzeń laboratoryjnych
• Programowanie i monitorowanie przebiegu reakcji
• Umiejętność rozwiązywania problemów technicznych podczas reakcji
• Przeprowadzanie analizy wyników z wykorzystaniem specjalistycznego oprogramowania
• Interpretacja wyników i wnioskowanie na ich podstawie
• Rozwiązywanie problemów związanych z niespecyficznymi produktami, brakami amplifikacji itp.

Postawy/Kompetencje społeczne:

• Efektywna komunikacja i współpraca z innymi uczestnikami i prowadzącymi
• Umiejętność dzielenia się wiedzą i doświadczeniami z innymi
• Świadomość znaczenia bezpieczeństwa i higieny pracy w laboratorium
• Stosowanie odpowiednich procedur i środków ochrony osobistej
• Dążenie do ciągłego rozwoju tj. otwartość na nowe technologie i metody.

Inne:

• Efektywne planowanie i organizacja pracy w laboratorium.
• Umiejętność zarządzania czasem podczas przeprowadzania eksperymentów
• Umiejętność krytycznej analizy wyników eksperymentalnych.
• Szybkie i efektywne rozwiązywanie problemów napotkanych podczas pracy laboratoryjnej

Dokument wystawiany po szkoleniu

Dokument w formie papierowej  wystawiany po szkoleniu potwierdzający uczestnictwo w szkoleniu, wydawany bezterminowo.

Biogramy trenerów

Natalia Sowa-Rogozińska 

W 2016 r. uzyskała tytuł magistra biologii, broniąc pracę pt. „Poziom i synteza mitochondrialnego DNA w komórkach fibroblastów ludzkich” w Katedrze Biologii Molekularnej Wydziału Biologii Uniwersytetu Gdańskiego. W tym samym roku została słuchaczką Studium Doktoranckiego. Od początku studiów doktoranckich pełniła rolę głównej wykonawczyni w grancie NCN oraz kierowała dwoma grantami „Młody Naukowiec”. W ramach swojej pracy doktorskiej zajmowała się szczegółową charakterystyką kanałów błonowych ER w kontekście transportu substratów procesu ERAD. Wyniki badań były prezentowane na licznych konferencjach krajowych i międzynarodowych. Autorka publikacji w renomowanych czasopismach naukowych (DOI: 10.3390/toxins11060350, 10.3390/ijms20061307, 10.3390/ijms23010117, 10.18388/abp.2017_2303).

W Immunolabie zatrudniona od 2020 r. Obecnie pracuje na stanowisku młodszego specjalisty i pełni rolę kierownika Zakładu Inżynierii Genetycznej. Posiada szerokie doświadczenie laboratoryjne obejmujące m.in. prowadzenie hodowli bakterii i linii komórkowych w warunkach in vitro, izolację DNA/RNA, rt-PCR, qPCR, nadprodukcję i oczyszczanie białek, western blotting, transfekcję (w tym z użyciem siRNA), cytometrię przepływową czy testy żywotności. Obsługuje zaawansowaną aparaturę laboratoryjną, w tym termocyklery i mikroskopy oraz narzędzia bioinformatyczne i statystyczne. Prowadziła testy diagnostyczne w kierunku SARS-CoV-2, analizując wyniki RT-PCR oraz testy ELISA.

Ukończyła liczne szkolenia, m.in. w zakresie wykorzystania zwierząt do celów naukowych, gospodarki odpadami medycznymi i weterynaryjnymi, innowacyjnych technologii do analizy komórek, mikroskopii konfokalnej czy real-time PCR.

Od lat aktywnie angażuje się w działalność dydaktyczną i szkoleniową współorganizując wiele inicjatyw, w tym warsztaty w ramach corocznej akcji popularno-naukowej pt. „Noc Biologów” czy Dnia Otwartego Wydziału Biologii Uniwersytetu. Specjalizuje się w prowadzeniu profesjonalnych szkoleń, które dot. Techniki real-time PCR z analizą danych czy hodowle komórek in vitro.

Magdalena Ponichtera

Doświadczony pracownik w dziale Badań i Rozwoju w IMMUNOLAB sp. z o.o. Od 2018 roku zajmuje się badaniami z zakresu biologii molekularnej, inżynierii genetycznej oraz immunochemii. Pełni funkcję młodszego specjalisty ds. BiR, a od 2024 roku kieruje Działem Szkoleń. Jest odpowiedzialna za nadprodukcję i oczyszczanie białek, wykonywanie testów immunochemicznych oraz reakcje PCR i qPCR. Była kluczowym członkiem zespołu przy projektach dotyczących opracowania szczepionek dla zwierząt, w tym pierwszej polskiej szczepionki przeciwko zakażeniom wywoływanym przez bakterie E. coli, Campylobacter jejuni, a także leku i szczepionki na mastitis krów. Bierze czynny udział w opracowywaniu nowych, innowacyjnych rozwiązań w przedsiębiorstwie. Ukończyła biotechnologię molekularną na Politechnice Gdańskiej, uzyskując tytuł magistra inżyniera. Aktywnie zarządza i rozwija dział Szkoleń ponadto współprowadzi szkolenia z zakresu real-time PCR, PCR oraz technik biologii molekularnej, a także współprowadzi social-media przedsiębiorstwa.

Uwagi dodatkowe

Szkolenie odbędzie się wyłącznie, gdy zbierze się grupa 2 osób.

Szkolenia, którego szukasz nie ma w naszej ofercie? Napisz do nas: szkolenia@immunolab.com.pl , stale się rozwijamy i poszerzamy ofertę, być może szkolenie, którego szukasz jest już w przygotowaniu.